考馬斯亮藍與蒸餾水現象

A. 考馬斯亮藍G250測定蛋白中為什麼加氯化鈉和直接蒸餾水有什麼區別

加入氯化鈉溶液是為了加速溶解，加入蒸餾水也可以。

B. 考馬斯亮藍法測定蛋白質含量實驗中,使用的水一定是蒸餾水嗎為什麼

考馬斯亮藍法測定蛋白質含量實驗中，使用的水最低要求是蒸餾水，更高精度要求可能會使回用雙蒸水。

因為Bradford檢測答中要用的試劑配製，標准曲線的製作都要用到水。如果不是使用蒸餾水，可能水裡面會有一些游離的離子或者電解質，會影響試劑配製的准確性，干擾實驗結果。而水中殘留的有機物等可能會和考馬斯亮藍發生變色反應，這樣製作的標准曲線會比實際值偏高，導致最終濃度檢測的結果比實際結果偏低。

C. 用考馬斯亮藍檢 測蛋白為什麼會有絮狀沉澱產生

考馬斯亮藍法測定蛋白質含量實驗中，使用的水最低要求是蒸餾水，更高精度要求可能會使用雙蒸水。
因為Bradford檢測中要用的試劑配製，標准曲線的製作都要用到水。

D. 培考馬斯亮藍加水變藍

按正常是應該是和蛋白反應後 顏色才變為青藍色的

E. 考馬斯亮藍與蛋白質的哪個區域結合

在酸性條件下，考馬斯亮蘭G-250染料與蛋白質疏水區結合，導致最大吸收峰由465 nm 變為595 nm，同時顏色也由棕色變為藍色,該藍色化合物顏色的深淺與蛋白質濃度的高低成正比關系。將蛋白質樣品或稀釋的BSA 與Bradford試劑混合，測量在595 nm處的吸收值，在建立由一系列稀釋的BSA建立的標准曲線的情況下，蛋白質的濃度可以根據標准曲線而確定。
考馬斯亮藍G-250（Coomassie brilliant blue G-250）測定蛋白質含量屬於染料結合法的一種。在游離狀態下呈紅色，最大光吸收在488nm；當它與蛋白質結合後變為青色，蛋白質-色素結合物在595nm波長下有最大光吸收。其光吸收值與蛋白質含量成正比，因此可用於蛋白質的定量測定。蛋白質與考馬斯亮藍G-250結合在2min左右的時間內達到平衡，完成反應十分迅速；其結合物在室溫下1h內保持穩定。該法是1976年Bradford建立，試劑配製簡單，操作簡便快捷，反應非常靈敏，靈敏度比Lowry法還高4倍，可測定微克級蛋白質含量，測定蛋白質濃度范圍為0～1 000μg/mL，最小可測2.5μg/mL蛋白質，是一種常用的微量蛋白質快速測定方法。
考馬斯亮藍有G250和R250兩種。其中考馬斯亮藍G250由於與蛋白質的結合反應十分迅速，常用來作為蛋白質含量的測定。考馬斯亮藍R250與蛋白質反應雖然比較緩慢，但是可以被洗脫下去，所以可以用來對電泳條帶染色。
考馬斯亮藍法測定蛋白質含量流程：
該方法用於大多數蛋白質的定量是比較精確的，但不適用於小分子鹼性多肽的定量。如核糖核酸酶或溶菌酶。去污劑的濃度超過0．2%影響測定結果。如TritonX-100、SDS、NP-40等。
1．Bradford濃染液的配製：將100mg考馬斯亮藍G-250溶於50ml 95%乙醇，加入100ml85%的磷酸，然後，用蒸餾水補充至1000ml，此染液放4℃至少6個月保持穩定。
2．標准曲線蛋白質樣本的准備：盡量使用與待測樣本性質相近的蛋白質作為標准品，例如測定抗體，可用純化的抗體作為標准。如果待測樣本是未知的，也可用抗體作為標准蛋白。通常在20ug—150ug/100ul之間繪制標准曲線。
3．將待測樣本溶於緩沖溶液中，該緩沖溶液應與製作標准曲線的緩沖溶液相同(最好用PBS)。
4．按1：5用蒸餾水稀釋濃染料結合溶液，如出現沉澱，過濾除去。
5．每個樣本加5ml稀釋的染料結合溶液，作用5～30min。染液與蛋白質結合後，將由紅色變為藍色，在595nm波長下測定其吸光度。注意，顯色反應不得超過30min．
6．根據標准曲線計算待測樣本的濃度。
注意：
考馬斯亮藍和皮膚中蛋白質通過范德華力結合，反應快速，並且穩定，無法用普通試劑洗掉。待一兩周左右，皮屑細胞自然衰老脫落即可無礙。考馬斯亮藍顯色法的基本原理是根據蛋白質可與考馬斯亮藍G-250 定量結合。當考馬斯亮藍 G-250 與蛋白質結合後，其對可見光的最大吸收峰從 465nm 變為 595nm。在考馬斯亮藍 G-250 過量且濃度恆定的情況下，當溶液中的蛋白質濃度不同時，就會有不同量的考馬斯亮藍 G-250 從吸收峰為 465nm 的形式轉變成吸收峰為 595nm 的形式，而且這種轉變有一定的數量關系。一般情況，當溶液中的蛋白質濃度增加時，顯色液在 595nm 處的吸光度基本能保持線性增加，因此可以用考馬斯亮藍 G-250 顯色法來測定溶液中蛋白質的含量。長期以來，人們一直習慣用 Lowry 法來測定蛋白質濃度， 但近些年來， 越來越多的人開始用考馬斯亮藍 G-250顯色法來測定蛋白質濃度，與 Lowry 法相比，該方法具有下列優點：①方法簡單，只需一種顯色液。②反應迅速，只需一步反應，顯色可在 5 min 之內完成。③干擾少，許多被認為對 Lorwy 法有干擾的物質（如糖、緩沖液、還原劑和絡合劑）不影響該方法。盡管該方法有如此多的優點，但在實際應用中也有其缺點，如線性關系不很好，因此使用該方法測定蛋白質濃度時應特別注意。

F. 考馬斯亮藍染液和蒸餾水混合顏色

染色，考馬斯亮藍顯色法的基本原理是根據蛋白質可與考馬斯亮藍G-250 定量結合。當考馬斯亮藍 G-250 與蛋白質結合後

G. 考馬斯亮藍染液和蒸餾水混合顏色

考馬斯亮藍染液和蒸餾水混合顏色，這個你可以自己做下實驗，看出來是什麼顏色。

H. Western中考馬斯亮藍的作用是什麼

考馬斯亮藍G-250（Coomassie brilliant blue G-250）測定蛋白質含量屬於染料結合法的一種。考馬斯亮藍G-250在游離狀態下呈紅色，最大光吸收在488nm；當它與蛋白質結合後變為青色，蛋白質-色素結合物在595nm波長下有最大光吸收。其光吸收值與蛋白質含量成正比，因此可用於蛋白質的定量測定。蛋白質與考馬斯亮藍G-250結合在2min左右的時間內達到平衡，完成反應十分迅速；其結合物在室溫下1h內保持穩定。該法是1976年Bradford建立，試劑配製簡單，操作簡便快捷，反應非常靈敏，靈敏度比Lowry法還高4倍，可測定微克級蛋白質含量，測定蛋白質濃度范圍為0～1 000μg／mL，是一種常用的微量蛋白質快速測定方法。
考馬斯亮藍有G250和R250兩種。其中考馬斯亮藍G250由於與蛋白質的結合反應十分迅速，常用來作為蛋白質含量的測定。考馬斯亮藍R250與蛋白質反應雖然比較緩慢，但是可以被洗脫下去，所以可以用來對電泳條帶染色。
考馬斯亮藍法測定蛋白質含量流程
該方法用於大多數蛋白質的定量是比較精確的，但不適用於小分子鹼性多肽的定量。如核糖核酸酶或溶菌酶。去污劑的濃度超過0．2％影響測定結果。如TritonX-100、SDS、NP-40等。
1．Bradford濃染液的配製：將100mg考馬斯亮藍G-250溶於50m1 95％乙醇，加入100ml濃磷酸，然後，用蒸餾水補充至200ml，此染液放4℃至少6個月保持穩定。
2．標准曲線蛋白質樣本的准備：盡量使用與待測樣本性質相近的蛋白質作為標准品，例如測定抗體，可用純化的抗體作為標准。如果待測樣本是未知的，也可用抗體作為標准蛋白。通常在20ug—150ug／100ul之間繪制標准曲線。
3．將待測樣本溶於100~1緩沖溶液中，該緩沖溶液應與製作標准曲線的緩沖溶液相同(最好用PBS)。
4．按1：5用蒸餾水稀釋濃染料結合溶液，如出現沉澱，過濾除去。
5．每個樣本加5ml稀釋的染料結合溶液，作用5～30rain。染液與蛋白質結合後，將由紅色變為藍色，在595nm波長下測定其吸光度。注意，顯色反應不得超過30min．
6．根據標准曲線計算待測樣本的濃度。

I. 蒸餾水與考馬斯亮藍染液有何現象

染色，考馬斯亮藍顯色法的基本原理是根據蛋白質可與考馬斯亮藍G-250
定量結合。當考馬斯亮藍
G-250
與蛋白質結合後，其對可見光的最大吸收峰從
465nm
變為
595nm。

J. 考馬斯亮藍溶液配製問題

問題不大，我也是這樣。
建議在紫外下試驗線性關系，如果相關性有三四個九，就可以了